Логотип БСИ ДВО РАН
Некрасов Э.В., Шелихан Л.А.

DOI: 10.17581/bbgi2604

Размножение сортов сливы амурской селекции в культуре in vitro

© Э.В. Некрасов*, Л.А. Шелихан

Амурский филиал Ботанического сада-института ДВО РАН, Благовещенск, Россия

*E-mail: ed_nekrasov@mail.ru

PDFскачать (6,9 МБ)

В работе представлены результаты клонального микроразмножения трех сортов сливы амурской селекции: 'Благовещенский чернослив', 'Людмила' и 'Оранжевая ранняя'. Растущие верхушки молодых побегов были предпочтительными эксплантами для получения культуры in vitro по сравнению с боковыми почками этих же побегов. Для введения в культуру in vitro и инициации роста меристем использовали агаризованную питательную среду Кворина-Лепуавра, с добавлением сорбита (20 г/л) и бензиламинопурина (3 мг/л). Размножение побегов выполняли на агаризированной среде Кворина-Лепуавра, модифицированной по составу микросолей и витаминов, с добавлением сахарозы (30 г/л), бензиламинопурина (0,2, 0,5 или 2,0 мг/л) и индолилмасляной кислоты (0,04 мг/л). Обнаружено, что для оптимального размножения необходимо чередовать выращивание растений на средах с концентрациями бензиламинопурина 2 мг/л (увеличение коэффициента размножения) и 0,2–0,5 мг/л (увеличение длины побегов). Более высокие показатели размножения микропобегов (коэффициент размножения и длина микропобега) показал сорт 'Благовещенский чернослив' (1,6 и 1,9, соответственно) по сравнению с сортами 'Людмила' (1,3 и 1,5) и 'Оранжевая ранняя' (1,4 и 1,2). Успешное укоренение микропобегов достигали после их предварительного выдерживания в водном растворе индолилмасляной кислоты (15 мг/л) с последующим переносом на агаризированную среду Кворина-Лепуавра без регуляторов роста. Растения-регенеранты сорта 'Благовещенский чернослив' также имели более высокие показатели корнеобразования: 5,8 корней на побег при средней суммарной длине побегов 11,6 см по сравнению с регенерантами сортов 'Людмила' (4,6 и 6,6, соответственно) и 'Оранжевая ранняя' (5,3 и 7,4). Метод позволяет получать корнесобственные растения трех сортов сливы.

Ключевые слова: Prunus salicina, слива, сорт, Амурская область, клональное микроразмножение, укоренение.

Список литературы

[Buntsevich et al.] Бунцевич Л.Л., Беседина Е.Н., Костюк М.А. 2015. Ростовые реакции эксплантов сливы in vitro при использовании препаратов группы янтарной кислоты. Плодоводство и виноградарство Юга России [Электронный ресурс]. № 36: 06. http://journal.kubansad.ru/pdf/15/06/14.pdf (дата обращения:25.10.2021).

[Buntsevich, Kostyuk] Бунцевич Л.Л., Костюк М.А. 2017. Клональное микроразмножение сливы домашней in vitro. Научные труды СКЗНИИСиВ. Т. 12. С. 70–78.

Driver J.A., Kuniyuki A.H. 1984. In vitro propagation of Paradox walnut rootstock. HortScience. 19: 507–509.

[Glinshchikova] Глинщикова Ф.И. 2008. Селекция косточковых плодовых культур в Приамурье. Дальневосточный аграрный вестник. №2(6). С. 19–26. https://cyberleninka.ru/article/n/selektsiya-kostochkovyh-plodovyh-kultur-v-priamurie (дата обращения: 25.10.2021).

[Ivanova et al.] Иванова О.С., Кобринец Т.П., Поух Е.В. 2018. Введение и микроразмножение сортов сливы in vitro. Плодоводство. Т. 30. С. 75–79.

[Kostyuk, Buntsevich] Костюк М.А., Бунцевич Л.Л. 2016. Оздоровление плодовых и ягодных культур от вирусных инфекций меристемным методом in vitro. Плодоводство и виноградарство Юга России. № 40: 04. http://journal.kubansad.ru/pdf/16/04/07.pdf (дата обращения: 27.10.2021).

[Kukharchik et al.] Кухарчик Н.В., Кастрицкая М.С., Змушко А.А., Бунцевич Л.Л. 2018. Укоренение и адаптация сортов сливы при выращивании корнесобственных саженцев in vitro. Плодоводство. Т. 30. С. 80–85.

Lloyd G., McCown B. 1980. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot tip culture. Proceed. Inter. Plant Propag. Soc. 30: 421–427.

Magyar­-Tábori K., Mendler-­Drienyovszki N., Hanász A., Zsombik L., Dobránszki J. 2021. Phytotoxicity and other adverse effects on the in vitro shoot cultures caused by virus elimination treatments: reasons and solutions. Plants. 10: 670. CrossRef

Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473–497.

[Nekrasov] Некрасов Э.В. 2017. Размножение Armeniaca mandshurica (Rosaceae) в культуре in vitro. Бюлл. БСИ ДВО РАН [Электронный ресурс]: науч. журн. Ботан. сад­институт ДВО РАН. Вып. 18. С. 81–88. CrossRef

Perez­Tornero O., Burgos L. 2007. Apricot micropropagation. In: S.M. Jain, H. Haggman (eds.) Protocols for Micropropagation of Woody Trees and Fruits. Dordrecht. 267–278 pp.

Quoirin M., Lepoivre P. 1977. Etude de milieux adaptes aux cultures in vitro de Prunus. Acta Hort. 78: 437–442.

Thakur M., Soni M., Sharma D.P., Vivek M., Sharma V. 2018. In vitro propagation of Plum (Prunus salicina) cv. ‘Santa Rosa’ and assessment of genetic stability using RAPD markers. Ind. J. Plant Physiol. CrossRef

Thakur M., Sharma V., Luharch R. 2021. Propagation of plum (Prunus salicina L.) cultivar Frontier in vitro through control of shoot tip necrosis (STN) and validation of genetic integrity using ISSR markers. Plant Physiol. Rep. CrossRef

Zou Y.­N. 2010. Micropropagation of Chinese plum (Prunus salicina Lindl.) using mature stem segments. Not. Bot. Hort. Agrobot. Cluj. 38: 214–218.


In vitro propagation of plume cultivars selected in Amur Region, Russia

© E.V. Nekrasov, L.A. Shelikhan

Amur Branch of Botanical Garden-Institute FEB RAS, Blagoveshchensk, Russia

Results are presented on clonal micropropagation for three cultivars selected in Amur Region: 'Blagoveshchenskii chernosliv', 'Lyudmila', and 'Oranzhevaya rannyaya'. Tips of growing young shoots are preferable explants for the tissue culture production as compared to lateral buds of the same shoots. The Quoirin-Lepoivre (QL) agar medium supplemented with sorbitol (20 g/L) and 6-benzylaminopurine (BA, 3 mg/L) was used for the establishment of explants and tissue culture initiation. Shoot proliferation was conducted on a QL agar medium with a modified microelement and vitamin composition and supplemented with sucrose (30 g/L), BA (0.2, 0.5, or 2.0 mg/L) and indole-3-butyric acid (IBA, 0.04 mg/L). Optimal shoot proliferation was noted to be achieved by alternate cultivation cycles on the medium with various BA concentration: 2 mg/L for an increased proliferation rate and 0.2–0.5 mg/L for an increased microshoot length. Higher values of shoot proliferation (the proliferation rate and microshoot length) were found for cv. 'Blagoveshchenskij chernosliv' (1.6 and 1.9 respectively) as compared to cv. 'Lyudmila' (1.3 and 1.5) and cv. 'Oranzhevaya rannyaya' (1.4 and 1.2). In vitro rooting was achieved after a preliminary incubation of microshoots in the aqueous solution of IBA (15 mg/L) with the subsequent cultivation on the growth regulator-­free QL agar medium. The cultivar 'Blagoveshchenskij chernosliv' had higher values of rooting (5.8 roots per shoot and 11.6 cm of total root length) as compared to cv. 'Lyudmila' (4.6 and 6.6 respectively) and cv. 'Oranzhevaya rannyaya' (5.3 and 7.4). The protocol was used for production of own­rooted plants of the plum cultivars.

Key words: Prunus salicina, plum, cultivar, Amur Region, clonal micropropagation, rooting.

References

Buntsevich L.L., Besedina E.N., Kostyuk M.A. 2015. Rostovyye reaktsii eksplantov slivy in vitro pri ispolzovanii preparatov gruppy yantarnoi kisloty [Growth reactions of plum explants in vitro when using preparations of succinic acid group]. Plodovodstvo i Vinogradarstvo Yuga Rossii [Fruit growing and viticulture of South Russia]. 36: 06. (In Russ.) Available at: http://journal.kubansad.ru/pdf/15/06/14.pdf (accessed 25.10.2021).

Buntsevich L.L., Kostyuk M.A. 2017. Klonalnoye mikrorazmnozheniye slivy domashnei in vitro [Clonal micropropagation of the European plum in vitro]. Nauchnyye trudy SKZNIISiV. 12: 70–78. (In Russ.)

Driver J.A., Kuniyuki A.H. 1984. In vitro propagation of Paradox walnut rootstock. HortScience. 19: 507–509.

Glinshchikova F.I. 2008. Selektsiya kostochkovykh plodovykh kultur v Priamurye [Selection of stone fruit crops in Priamurie]. Dalnevostochnyi agrarnyi vestnik [Far East Agrarian Bulletin]. 2(6): 19–26. (In Russ.) Available at: https://cyberleninka.ru/article/n/selektsiya-kostochkovyh-plodovyh-kultur-v-priamurie (accessed 25.10.2021).

Ivanova O.S., Kobrinets T.P., Poukh E.V. 2018. Vvedeniye i mikrorazmnozheniye sortov slivy in vitro [Initiation and micropropagation in vitro of plum varieties]. Plodovodstvo [Fruit­growing]. 30: 75–79. (In Russ.)

Kostyuk M.A., Buntsevich L.L. 2016. Ozdorovleniye plodovykh i yagodnykh kultur ot virusnykh infektsii meristemnym metodom in vitro [Revitalization of fruit and berry crops from viral infections by the method of meristems in vitro]. Plodovodstvo i Vinogradarstvo Yuga Rossii [Fruit growing and viticulture of South Russia]. 40: 04. (In Russ.) Available at: http://journal.kubansad.ru/pdf/16/04/07.pdf (accessed 27.10.2021).

Kukharchik N.V., Kastritskaya M.S., Zmushko A.A., Buntsevich L.L. 2018. Ukoreneniye i adaptatsiya sortov slivy pri vyrashchivanii kornesobstvennykh sazhentsev in vitro [Plum cultivar rooting and adaptation for growing of own-rooted plantlets in vitro]. Plodovodstvo [Fruit growing]. 30: 80–85. (In Russ.)

Lloyd G., McCown B. 1980. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot tip culture. Proceed. Inter. Plant Propag. Soc. 30: 421–427.

Magyar-Tábori K., Mendler-Drienyovszki N., Hanász A., Zsombik L., Dobránszki J. 2021. Phytotoxicity and other adverse effects on the in vitro shoot cultures caused by virus elimination treatments: reasons and solutions. Plants. 10: 670. CrossRef

Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473–497.

Nekrasov E.V. 2017. Razmnozheniye Armeniaca mandshurica (Rosaceae) v kulture in vitro [In vitro propagation of Armeniaca mandshurica (Rosaceae). Byull. BSI DVO RAN [Bulletin of the BGI FEB RAS]. 18: 81–88. (In Russ.) CrossRef

Perez-Tornero O., Burgos L. 2007. Apricot micropropagation. In: S.M. Jain, H. Haggman (eds.) Protocols forMicropropagation of Woody Trees and Fruits. Dordrecht. 267–278 pp.

Quoirin M., Lepoivre P. 1977. Etude de milieux adaptes aux cultures in vitro de Prunus. Acta Hort. 78: 437–442.

Thakur M., Soni M., Sharma D.P., Vivek M., Sharma V. 2018. In vitro propagation of Plum (Prunus salicina) cv. ‘Santa Rosa’ and assessment of genetic stability using RAPD markers. Ind. J. Plant Physiol. CrossRef

Thakur M., Sharma V., Luharch R. 2021. Propagation of plum (Prunus salicina L.) cultivar Frontier in vitro through control of shoot tip necrosis (STN) and validation of genetic integrity using ISSR markers. Plant Physiol. Rep. CrossRef

Zou Y.N. 2010. Micropropagation of Chinese plum (Prunus salicina Lindl.) using mature stem segments. Not. Bot. Hort. Agrobot. Cluj. 38: 214–218.


Русское ботаническое обществоBotanic Garden Conservation InternationalThe Plant ListRussian electronic libraryБиблиотека ШипуноваРоссийская Академия наукРейтинг@Mail.ru
Вверх